Institut für bakterielle Infektionen und Zoonosen (IBIZ)

Bacillus (B.) anthracis ist ein sporenbildendes, aerobes, grampositives, unbewegliches, stäb­chenförmiges Bakterium. Virulente Stämme besitzen neben der Kapsel ein plasmidcodiertes Proteintoxin, welches aus einem protektiven, einem letalen und einem Ödemfaktor besteht. Die Ansteckung beim Tier erfolgt gewöhnlich durch die Aufnahme von Milzbrandsporen mit dem Futter oder Trinkwasser. Der Milzbranderreger bildet Sporen als Dauerformen, welche sich über Jahrzehnte im Erdboden als ansteckungsfähig erhalten können. Milzbrandsporen werden weder durch Fäulnis noch durch Eintrocknen oder beim Gerben der Häute vernichtet. Die Krankheit ist weltweit verbreitet und kommt am häufigsten in Asien (Naher und Ferner Osten, Indien), Afrika und Südamerika vor, in Europa sind der mediterrane Raum und Osteuropa am stärksten be­troffen.
In Deutschland werden Milzbranderkrankungen beim Tier seit Jahren nur noch vereinzelt fest­gestellt. Im Zeitraum von 1981-2002 wurden insgesamt 41 Milzbrandausbrüche bei Tieren (Neuausbrü­che, Gehöfte) angezeigt.

• Unterstützung der Untersuchungseinrichtungen der Bundesländer
• Abklärung unklarer Befunde
• Ausarbeitung und Aktualisierung von methodischen Empfehlungen zur Labordiagnostik
• Abgabe von Referenzmaterialien

Zu den Aufgaben des Referenzlabors gehört u. a. die Optimierung der diagnostischen Verfah­ren. Es wurde eine Arbeitsanleitung zur Diagnostik des Milzbrandes erarbeitet, die kürzlich ak­tuali­siert (Stand November 2002) und durch das BMVEL herausgegeben wurde. In dieser Ar­beits­an­leitung sind die traditionellen mik­robiologischen Verfahren der Erregerdiagnostik zusam­men­gefasst.

In alten oder fauligen tierischen Proben, oder in Verarbeitungsprodukten von Tieren, welche an Milzbrand verendet sind oder in Umweltproben, wird die Isolierung durch das Vorkommen von anderen Bakterien erschwert.
Dabei besitzt auf Grund morphologischer Ähnlichkeiten die Abgrenzung von B. anthra­cis von seinen taxonomisch nächsten Verwandten B. cereus, B. thuringiensis und B. mycoides (B.-ce­reus-Gruppe) beson­dere praktische Bedeutung. In diesen Fällen sind selektive Untersu­chungsmethoden notwendig, um B. anthracis so schnell wie möglich zu isolieren und von den anderen Bacillus-Spe­zies zu unterscheiden. Die Stämme sollten auf dem kommerziell erhältli­chen Anthrax- Blutagar (Heipha, Deutschland) und zwei chromogenen Kulturmedien (Cereus-Ident-Agar von Heipha, BCM® Bacillus cereus/Bacillus thuringiensis plating medium von Bio­synth AG, Schweiz) ausgestrichen werden. Auf den chromogenen Nährmedien wachsen bereits innerhalb von 4-5 h stecknadelkopfgroße B.-anthracis-Kolonien. Nach 18- 20 h Bebrü­tung bei 37°C wächst B. anthracis als große, weiße Kolonien mit einem Durchmesser von ca. 4 mm ohne Hämolyse und ohne Verfärbung auf den chromogenen Nährmedien. Demgegenüber bilden B.cereus und B. thuringiensis große Hämolysezonen auf Anthrax-Blutagar aus und wachsen als blau-türkise Kolonien auf den chromogenen Nährmedien. B. megaterium und B. subtilis werden im Wachs­tum durch alle chromogenen Nährmedien gehemmt. Beim Auftragen von Gamma- Phagen auf die beimpften Platten ist bei Vorhandensein von B. anthracis die Phagenreaktion schon innerhalb von 4-5 h und nach 18-20 h Inkubation bei 37 °C gut sichtbar. Dies bedeutet, dass an der Stelle, wo die Phagensuspension aufgetropft wurde, bei B. anthracis eine Lysiszone (bakterien­freier Bereich) zu sehen ist. Die isolierten Kulturen oder verdächtigen Kolonien müssen unbe­dingt und in jedem Fall mit einer dafür beschriebenen Methode der Polymerase­kettenreaktion (PCR) durch Plasmidnachweis als B.-anthracis-Kolonien bestätigt werden.
Achtung: Arbeiten mit B. anthracis im Labor sind sehr gefährlich. Daher ist der Umgang mit po­tentiell B.-anthracis-haltigem Material genehmigungspflichtig und darf nur in einem Labor der Sicherheitsstufe 3 vorgenommen werden.

• Beratung zu Fragen der Diagnostik, insbesondere auch Beratung diagnostischer Laborato­rien zu Fragen des Materialtransportes, des Nährbodenspektrums, der Anzuchtverfahren und der Infektionsgefährdung
• Anzucht aus klinischem Material
• Identifizierung von Bakterienisolaten mit molekularbiologischen Testverfahren
• Entwicklung und weitere Optimierung von molekularbiologischen Methoden zum Erreger­nachweis (nested- und realtime-PCR)
• Führen einer Stammsammlung molekulargenetisch typisierter Isolate
• Erfassung und Sichtung aller Milzbrandausbrüche in Deutschland und deren epidemiologi­sche Aufarbeitung

Bei diagnostischen Anforderungen wird eine vorherige Absprache mit dem Labor erbeten.

Beyer, W., P. Glöckner, J. Otto and R. Böhm (1995): A nested PCR method for the detection of Bacillus anthracis in environmental samples collected from former tannery sites. Microbiol. Res., 150, 179-186.

Peng, H., V. Ford, E.W. Frampton, L. Restaino, L.,A. Shelef and H. Spitz (2000): Isolation and Enumeration of Bacillus cereus from foods on a novel chromogenic plating medium. Food. Microbiol., 18, 231-238.

Milzbrand. In: Arbeitsanleitung zur Labordiagnostik von anzeigepflichtigen Tier­seuchen nach der Ver­ordnung über anzeigepflichtige Tierseuchen vom 23. Mai 1991 (BGBl. I S. 1178) in der jeweils geltenden Fassung (aktualisierte Fassung, Stand: November 2002, S. 176 - 191), Hrsg.: BMELV